Advances in Transcriptome Research on Plant Response to Low Nitrogen Stress

Wu Zilin　Zhang Nannan　 Gao Xiaoning　Feng Xiaomin　Huang Yonghong　Qi Yongwen ^*

Institute of Bioengineering, Guangdong Academy of Sciences, Guangdong Sugarcane Genetic Improvement Engineering Center, Guangzhou, 510316

* Corresponding author, yongwen2001@163.com

Abstract　Transcriptome sequencing technology can be used to comprehensively study the species gene function and specific biological process at mRNA level. Employing this technique to study and analyze the expression level of all the genes under low nitrogen stress can help to reveal the mechanism of plant response to low nitrogen. In this paper, we reviewed the expression levels of differentially expressed genes in pathways of plant signal transduction, endogenous hormones, photosynthesis, reactive oxygen scavenging, osmotic regulation, secondary metabolism and cell wall construction under drought stress on the basis of transcriptome sequencing technology, as well as in various transcription factors and protein kinases. Besides, we gave the prospect for the trends in the future research so as to provide a reference for the study of plant under low nitrogen condition.

Keywords　Transcriptome, mRNA, Low nitrogen, Differentially expressed gene

氮是植物生长发育所必需的大量营养素之一，是氨基酸、蛋白质、核酸、叶绿素和激素等许多重要物质的组成成分，在植物的生长发育过程中起着重要的作用。但氮素利用率低已成为影响植物生长的主要非生物因子之一(Cui et al., 2014)。氮通常是限制植物生长的最重要因素，缺氮也是植物在自然生长环境中经常遇到的问题(Ladha et al., 2005)。在过去的几十年里，氮肥使用量的增加在提高农作物产量方面发挥了重要作用。然而，农作物只利用了不到一半的施用氮，大部分未被吸收的氮随着雨水流到环境中造成了严重的污染(Gutiérrez, 2012)。因此，亟需一个既能降低氮肥施用量又能实现作物高产的方案来解决这个问题。了解植物在低氮胁迫下的分子响应机制可以更好地促进和改善其对低氮的耐受性，减少氮肥的施用。事实上，植物已经进化出许多应对低氮胁迫的适应性反应机制。植物在受到低氮胁迫后，体内会发生许多适应性变化以维持生长和发育，通过改变根系结构、氮亲和力转运系统等方式提高氮素利用率，这一过程涉及到许多胁迫反应基因的表达与调控(Zhang et al., 2018a)。

RNA-Seq是新一代高通量测序技术之一，具有背景噪声低、灵敏度高、重复性好、表达动态范围广、碱基对分辨率高等优点，被广泛应用于转录分析。该技术用于研究不同植物在生物和非生物胁迫条件下的转录组谱(Hübner et al., 2015)。近年来，利用该方法对拟南芥(Arabidopsis thaliana)、水稻(Oryza.sativa)、玉米(Zea mays)、小麦(Triticum aestivum)、高粱(Sorghum bicolor)、甘蔗(Saccharum officinarum)和黄瓜(Cucumis sativus)等作物的耐低氮机制进行了研究(Humbert et al., 2013; Vidal et al., 2013; Gelli et al., 2014; Yang et al., 2015; Zhao et al., 2015; Curci et al., 2017; Yang et al., 2019)。从转录组层面进行植物响应低氮胁迫的研究，分析低氮胁迫下植物整个基因组水平的表达情况，对揭示植物耐低氮的机理以及构建逆境基因组转录调控网络具有重大意义。

本研究综述了近年来植物在低氮胁迫时转录组水平上的研究进展，介绍了低氮胁迫下植物体内信号传导、内源激素、光合作用、呼吸代谢和活性氧清除等途径的差异表达基因变化，以及各种转录因子和蛋白激酶的差异基因表达情况，从mRNA水平揭示植物响应低氮胁迫的机制，以期为植物耐低氮研究提供参考。此外，研究发现，作物对氮素限制的适应性与其产量表现密切相关(Ding et al., 2005)。因此，作物低氮耐受性的遗传改良对可持续农业的发展具有重要意义。

1 低氮胁迫信号转导

植物氮代谢涉及一个复杂的网络，包括氮的吸收、还原、氨基酸代谢和运输，以及氮的转运和再利用等。在高等植物中，无机氮转化为有机氮的过程主要是通过根系细胞吸收硝酸盐，然后将硝酸盐还原并吸收到其他组织中。植物氮代谢主要包括氮吸收、转运、同化、循环和再活化，是一个涉及多个基因的动态复杂过程，其分子机制已被广泛研究(Hermans et al., 2006)，硝态氮和铵态氮是土壤中两种主要的氮源，植物通过硝酸盐转运蛋白(NRT)和铵态氮转运蛋白(AMT)来吸收它们。大部分铵态氮和少量硝态氮被根吸收，然后运输到茎和叶片中，随后转化为谷氨酰胺(Gln)、谷氨酸(Glu)或谷氨酸脱氢酶(GDH)，再转化为氨基酸、蛋白质及其他氮代谢产物。硝态氮经硝酸还原酶(NR)还原为亚硝酸盐，亚硝酸盐通过亚硝酸盐还原酶(NIR)转化为铵态氮。铵态氮通过GDH、谷氨酰胺合成酶(GS)和谷氨酸合成酶(GOGAT)转化为Gln和Glu。Gln和Glu可以进一步转化为其他有机氮分子，用于植物中含氮化合物的生物合成(Luo et al., 2015)。Gln和Glu是高等植物中氮含量传感器的主要组成成分，用于监测硝态氮和铵态氮的积累量。Glu是玉米吐丝期碳水化合物分配的关键氨基酸之一，它的代谢为玉米籽粒发育和生长所需的氮提供了先决条件(Canas et al., 2009)。碳水化合物的分配与氮营养状态密切相关，它主要负责植物的生长和发育。低氮胁迫通常促进碳向根部分配，以刺激侧根的出现和促进根部的生长，这与钾缺乏时对根部生长的抑制作用不同(Hermans et al., 2006)。Pan等(2015)发现玉米在低氮胁迫时能通过改变Glu代谢的C/N分配产生负面影响，进而导致玉米籽粒和数量变小。Xin等(2019)发现低氮胁迫促进了水稻中氮的转运和同化，同时对Glu和Gln含量有抑制作用。Yu等(2017)研究发现，浮萍在低氮胁迫下，Glu和Gln含量也显著下调。也有研究表明，Glu的积累抑制了硝酸盐还原和转运基因的表达(Vincentz et al., 2010)。

缺氮增强了硝酸盐的高亲和力转运系统的表达。硝酸盐转运涉及四个基因家族，包括硝酸盐转运蛋白1/肽转运蛋白家族(NRT1/PTR)、硝酸盐转运蛋白2家族(NRT2)、氯离子通道家族(CLC)和S-型阴离子通道及其同系物(SLAC/SLAH) (Krapp et al., 2014)，它们在氮素吸收、根系结构、蛋白质储存、源库关系、离子平衡、对生物和非生物胁迫的响应以及碳氮平衡等方面发挥重要作用。在拟南芥和水稻中分别发现了53和93个NPF基因，这些基因大多表现出低硝酸盐亲和力，但少数具有双重亲和力。NRT2多数表现出高亲和力硝酸盐转运活性；拟南芥基因组包括7个NRT2基因，而水稻基因组只有4个NRT2基因(Kiba et al., 2012)。硝酸盐转运体在硝酸盐吸收、硝酸盐信号传递、植物生长、侧根形成、叶片发育、气孔调节、芽形成、开花、氮储存、种子发育、种子硝酸盐含量、种子休眠等方面起着重要作用(Wang et al., 2015)。硝酸盐转运蛋白NRT1和NRT2家族基因的过表达提高了植物的氮素利用效率。氮饥饿时的拟南芥根系可诱导高亲和力硝酸盐转运蛋白NRT2.1、NRT2.4和NRT2.5表达上调(Kiba et al., 2012)。Curci等(2017)发现小麦在氮饥饿条件时低亲和力和高亲和力NRTs的基因同时上调。NRTs活性升高可能是小麦因缺氮而对氮素吸收增强的适应性过程。Tiwari等(2020)发现马铃薯在低氮胁迫下根中NRT2基因下调表达，暗示其在马铃薯氮素吸收机制中起着重要作用。NRT1.1控制植物中几个与硝酸盐同化相关的基因和信号通路，参与植物的根细胞从土壤中吸收硝酸盐，并在氮素利用效率方面发挥重要作用(Hu et al., 2015)。Liu等(1999)研究发现拟南芥中过量表达根系NRT1.1可以提高氮的吸收率。

NR1、NR2和NIR1在小麦根系长期缺氮条件下表现出显著的下降(Reid et al., 2016)。而NR1和NIR1在黄瓜低氮胁迫下时的根中的表达量明显下降，而NR2在叶片中的表达量增加。这三种硝酸还原酶在长期低氮胁迫下在拟南芥中的表达量下降(Bi et al., 2007)。氨转运蛋白(AMT)在植物不同的发育时期对缺氮胁迫有反应(Beatty et al., 2009)。拟南芥在缺氮条件下能诱导AMT基因的表达(Yuan et al., 2007)，水稻在低氮胁迫时AMT基因表达亦上调(Xin et al., 2019)，而黄瓜在低硝酸盐胁迫下，AMT的表达变化不大(Xin et al., 2017)。Loque等(2006)认为，不同植物的AMT基因可能有多种表达模式，在缺氮环境中，AMT基因并不能作为普遍的生物标志物。

2 内源激素相关基因表达变化

内源激素是植物体内重要的调节物质，在植物适应和响应非生物胁迫过程中具有至关重要的作用。氮代谢与植物体内氮的状态以及外部的氮利用率密切相关，而这些都是由植物内源激素调节的(Kiba et al., 2011)。生长素(IAA)、脱落酸(ABA)、赤霉素(GA)、细胞分裂素(CK)、乙烯(ETH)、茉莉酸(JA)、水杨酸(SA)等植物激素可以在低浓度下调节植物正常生长发育和感应养分利用率的变化(Luo et al., 2015)。氮信号，特别是硝态氮，通过控制激素合成和运输来加速植物生长，同时，植物生长也可以通过激素信号通路来调节养分的获取和同化。

IAA和ABA能结合氮信号，调节根的发育，而根的发育又能根据植物的需求调节对氮的吸收(Kiba et al., 2011)。低氮胁迫下植物内源激素的合成与运输均发生显著的变化，并且多种内源激素以复杂的方式协调作用。Curci等(2017)研究发现小麦在低氮胁迫时，有关氮转运、氮同化和蛋白激酶等基因的表达得到增强。Gelli等(2014)发现低氮胁迫时氮耐受型高粱中有关高亲和硝酸转运蛋白和赖氨酸组氨酸转运蛋白的表达得到增强，以此来获得更多的氮。Yang等(2019)发现甘蔗在低氮胁迫下，叶片中IAA途径的差异表达基因富集的比根多，叶片中IAA含量的增加大于根。这可能是由于在低氮胁迫下，甘蔗根系首先感知到氮信号的变化，然后在根尖处合成少量的IAA。氮信号通过叶片传递，叶片是IAA生物合成的主要器官。低氮压力促进大量的IAA在叶片中合成并使IAA相关的关键基因信号通路和叶片中IAA浓度显著改变，随后IAA从叶片运输到根部并刺激根系生长，影响IAA相关基因表达及其浓度的变化。Pan等(2015)发现玉米中IAA和GA信号对低氮也有特异的响应，IAA和GA信号的协同调控可能在吐丝期改变玉米穗轴细胞分裂或扩张。

ABA是常见的植物内源激素，常被称作应激激素或胁迫激素，能够提高植物对逆境胁迫的耐受性(Kiba et al., 2011)，PYR/PYL、PP2C和SnRK2是其中的三个核心因子。这些基因构成一个双重负调控系统，调控下游反应和ABA信号转导。ABA与PYR/PYL结合，然后与PP2C相互作用，解除对SnRK2的抑制，从而激活ABA应答反应(Hu et al., 2012)。Yang等(2019)研究发现，甘蔗耐低氮品种ROC22的根中SnRK2表达上调、PP2C表达下调，而低氮敏感品种Badila则没有变化，同时ROC22中PYR/PYL上调的幅度大于Badila中的，表明这些基因的变化可能是导致两个品种间ABA信号通路差异的原因。

植物体内ETH的合成受到各种胁迫的严格调控，ACO是植物ETH生物合成途径中一个重要的限速酶。多项研究表明，拟南芥和野生大麦中的ACO或其同源基因在受到低氮胁迫时表达上调(Bi et al., 2007; Quan et al., 2019)。CK是植物传递氮的关键的信号分子，它在根中产生并运输到地上部分，在植物的细胞分裂和许多与植物生长发育相关的生物过程中发挥着重要的作用，CK还影响光合作用、气孔敏感性、叶片含水量和水分利用效率(Rivero et al., 2009)。Nawaz等(2018)研究发现，在低氮胁迫时，CK相关基因在根和叶中的表达降低，导致光化学活性和效率降低，植株生长速度减慢。CK在拟南芥中抑制了高亲和力硝酸盐转运蛋白在根间信号的传递(Nacry et al., 2013)。

JA介导植物对各种生物和非生物胁迫的反应，JA可以通过降低植物根系的碳储存量来诱导防御性代谢产物的合成(Machado et al., 2013)。在植物受到JA刺激后，JA信号分子激活SCF^COI1蛋白复合物并于与JAZ结合(该蛋白与MYC2相竞争)，释放与JA反应基因结合的MYC2蛋白，并最终使植物发生生理性变化(Que et al., 2014)。Yang等(2019)研究发现甘蔗ROC22叶片中MYC2的表达上调，叶片中JA浓度亦增加，这暗示低氮可以激活耐低氮品种的JA信号通路。

3光合效率和色素代谢

光合作用是绿色植物应对各种内外因子最为敏感的生理过程之一，氮则是参与光合作用酶的重要组成元素，氮的供应会对植物的光合作用产生直接的影响。低氮胁迫下，植物的光合能力会明显降低，更容易受到过量光照引起的氧化损伤，叶片变黄即是植物对缺氮的典型反应(Wei et al., 2016)。磷酸烯醇式丙酮酸(PEPC)和核酮糖-1,5-二磷酸羧化酶/加氧酶(Rubisco)是植物参与光合作用的主要酶。赵宏伟等(2006)研究表明低氮胁迫能显著降低玉米中这两种酶在单位叶面积中的活性。

Mu等(2017)的研究表明，低氮胁迫下玉米叶片中大量参与光系统I (PSI)和光系统II (PSII)的基因表达下调，包括光吸收、光传输和电子传输能力均减弱，相应的叶绿素含量、光化学实际量子产率、光化学猝灭和电子传递速率也降低，但热扩散和叶绿素荧光得到增强。Curci等(2017)也发现小麦在受到低氮胁迫时大多数参与光合作用和光呼吸的基因，包括与PSI和PSII、ATP合酶和Rubisco都被下调。PsbP蛋白是光系统II (PSII)的外源性成分，参与钙离子结合和光合作用等关键过程，编码PsbP蛋白的基因可作为各种不利外部环境的信号响应因子(Liu et al., 2012)。Wang等(2019)研究发现作为PsbP基因家族成员之一的PsbP结构域蛋白3 (PPD3)基因在低氮胁迫下的小麦叶片中显著下调。Yang等(2019)研究发现甘蔗在受到低氮胁迫时，与叶绿素代谢相关的叶绿素还原酶和羟甲基双亲合成酶均显著下调。甘蔗耐低氮品种ROC22和氮敏感品种Badila中PSI和PSII家族的几个基因转录下调，但ROC22叶片中PsaH、PsbI、ATPF1A、PetG等光合作用基因表达上调，而Badila叶片中表达未发生变化，说明ROC22光合作用的光反应和固碳能力强于Badila。Badila叶片中PsbS、PetH、ATPF0A表达下调，可能导致光合作用减弱，叶片变黄变小，植物生物量下降。有研究发现拟南芥和浮萍在缺氮条件下，叶绿素含量显著降低，参与光合作用相关的基因也显著下调(Bi et al., 2007; Yu et al., 2017)。黄瓜中参与光合作用的差异表达基因几乎都被下调，这表明光系统对低氮氮胁迫很敏感(Xin et al., 2017)。

花青素是类黄酮途径特异分支的次生代谢产物，是防御环境胁迫的关键因子。低氮胁迫下植物可以增强花青素、黄酮醇等光保护色素的合成(Socolow et al., 2001)，因为花青素可以作为活性氧(ROS)的遮光剂和清除剂，而黄酮醇可以滤除破坏性辐射波长，黄酮醇和花青素共有前两个生物合成阶段。Quan等(2016)发现野生大麦耐氮品种中的花青素和黄酮醇转录水平更高。此前有报道表明，低氮胁迫下的光合作用减弱就是导致生物量下降的主要原因之一(Mu et al., 2017)。植物光合作用的中间产物直接参与氮的吸收、运输、降解和恢复。这些数据表明，植物因氮缺乏引起的光合能力减弱可能是通过降低与光合作用的基本成分有关基因的转录水平来实现的。

4 呼吸代谢

氮代谢需要大量的能量，大量的还原型辅酶Ⅰ(NADH)以及大量的有机碳中间体。三羧酸循环(Tricarboxylic acid cycle，TCA cycle)是非常重要的代谢途径，为植物提供能量、有机碳中间体和NADH。氮胁迫对植物发育有明显的抑制作用，包括氮素大分子合成、能量消耗、烃类合成等。Xin等(2017)研究发现，黄瓜叶片中参与糖酵解和TCA循环的基因受到缺氮胁迫的抑制，而根中糖酵解和TCA循环相关基因表达水平的影响均小于叶片，说明氮胁迫对黄瓜各器官的影响存在差异。

戊糖磷酸途径(Pentose phosphate pathway, PPP)是呼吸代谢的另一个重要途径。PPP的主要调控酶为6-磷酸葡萄糖醛酸酶(PGLS)和6-磷酸葡萄糖脱氢酶(G6PD) (Curci et al., 2017)。Xin等(2019)发现水稻在受到低氮胁迫时OsG6PD和OsPGLS的转录水平下调，从而抑制了PPP。Zhang等(2018a)也发现，杨树在低氮条件下，PPP的绝对通量显著降低。4-磷酸赤藓糖(E4P)是PPP的代谢物，能进一步将其转化为芳香氨基酸。因此，PPP与芳香氨基酸的合成密切相关。在水稻和棉花中发现PPP的变化与芳香氨基酸的变化一致(Xin et al., 2019; Iqbal et al., 2020)。同时，PPP可以产生大量还原型辅酶Ⅱ(NADPH)，为细胞的各种合成反应如硝酸盐还原作用(Zhang et al., 2018b)和抗氧化系统(Couee, 2006)提供主要还原力。低氮胁迫时PPP受到抑制，硝酸盐同化却增强了，这可能是由于在低氮条件下，PPP产生的较低的NADPH与还原力要求较低相一致。Xin等(2019)发现缺氮诱导丙酮酸脱羧酶基因(PDC)大量表达，从而增强了TCA循环的下游成分。氮通过TCA循环被同化进入氨基酸代谢途径，同时可以提供2-酮戊二酸(2-OG)，为铵同化提供GS/GOGAT循环途径。总的来说，TCA循环的增强使氮的分配更加合理，可以合成各种氨基酸，并提供更多的2-OG促进铵再同化，从而增强植物对低氮胁迫的适应能力。

5 活性氧清除系统

活性氧(ROS)通常在植物遇到各种非生物胁迫时积累，它能导致许多细胞结构和成分发生氧化损伤，是细胞损伤和细胞死亡的主要原因。为了保护自己免受氧化损伤，植物已经发展出一种由多种酶组成的抗氧化防御系统。超氧化物歧化酶(SOD)、过氧化物酶(POD)、过氧化氢酶(CAT)、谷胱甘肽S-转移酶(GST)是常见的抗氧化酶。植物受到低氮胁迫后会启动防御机制来提高其对环境的适应能力，通过增强抗氧化过程，以清除活性氧(ROS)，减少其对植物的毒害作用(Krapp et al., 2011)。

Lian等(2006)研究发现，水稻在低氮胁迫时通过提高SOD、POD和CAT的基因表达水平，可以诱导抗氧化防御系统，提高对低氮环境的适应性。Curci等(2017)研究表明，小麦在低氮胁迫时CAT2、Fe-SOD2和醛脱氢酶等与植物抗氧化过程相关的基因均发生上调。类似地，玉米在低氮胁迫时根系中有关过氧化氢酶和单脱氢抗坏血酸还原酶的基因表达上调(Trevisan et al., 2015)。Bi等(2007)还发现，在氮胁迫条件下，拟南芥中存在多个解毒相关基因。Wang等(2019)发现，在低氮胁迫下，小麦根系中POD基因大量表达上调，叶片中CAT基因表达下调，这些基因可能提高小麦幼苗对低氮环境的适应性。

GST具有调节细胞代谢的功能，并参与多种应激反应(Marrs, 1996)，它可能作为结合蛋白，将黄酮类化合物隔离在液泡中，以抵抗环境胁迫。Pan等(2015)发现玉米在受到低氮胁迫时小花中GST的特异性下调,这可能是为了应对氮供应不足的适应性反应。此外，具有生物合成和解毒功能的细胞色素P450 (CYPs)在低氮胁迫下的水稻和高粱中均有较高的表达(Cai et al., 2012; Geli et al., 2014)，说明了氮诱导的CYPs对植物抗氧化水平也有一定的影响。CYPs在植物体内多种代谢途径中发挥作用，参与了JA和ETH信号通路，增强了大豆对生物和非生物胁迫的抗性(Yan et al., 2016)及黄瓜对氮胁迫的抗性(Zhao et al., 2015)。这些酶活性的增强均有利于活性氧的清除。

6 次级代谢、脂质代谢与细胞壁重塑

苯丙氨酸是初级和次级代谢间的关键氨基酸，苯丙氨酸解氨酶(PAL)是苯丙氨酸合成的初始限速酶(Dixon et al., 1995)。除了在植物发育中起重要作用外，PAL还作为一种应对胁迫的关键酶。它在植物受到病原攻击、低温、盐胁迫和低氮、低磷或低铁时被激活表达(Dixon et al., 1995)。因此，一般认为PAL是环境胁迫的主要标志之一。Quan等(2016)发现了野生大麦在低氮胁迫下时PAL也有一定的表达。Pan等(2015)发现玉米在低氮胁迫时穗轴中与次生代谢相关的黄酮类基因上调3.5倍，木质素生物合成基因下调8.4倍，脂质代谢相关基因被上调。

黄酮类化合物通过与多种蛋白激酶相互作用的能力而起着信号分子的关键作用，它调节细胞生长和分化并响应外界环境的变化(Brunetti et al., 2013)。Sun等(2020)研究发现水稻中黄酮类化合物在受到低氮胁迫时含量升高，且在根向地上部分的信号转导中起着关键作用。苯丙氨酸代谢途径与木质素的合成密切相关，而木质素的生物合成途径与光合碳的利用密切相关(Zhang et al., 2018b)。Xin等(2019)研究表明，水稻在低氮条件下，光合碳可以通过糖酵解或PPP的方式转移到木质素的合成中。水稻可以通过调节光合碳的分布和对芳香氨基酸和苯丙氨酸生物合成的同化来平衡体内的碳氮平衡，这反过来又影响了水稻产量和氮素利用效率。

植物细胞壁是一个有代谢活性的动态结构，它参与应对外界刺激对植物的胁迫反应。当植物营养缺乏，特别是缺氮时，细胞壁会发生重塑(Fernandes et al., 2016)。在缺氮条件下，细胞壁相关基因在诱导细胞壁松弛和维持氮吸收方面发挥作用(Landi et al., 2017)。Quan等(2019)研究发现，野生大麦在低氮胁迫下，耐低氮品种中PE、PEL和PAE等的细胞壁重塑基因的表达高于低氮敏感型品种中的。并且上述三种基因都参与了果胶的降解。耐低氮品种中更多的果胶分解可能为其在其他生物过程中提供更多的材料，以补偿低氮胁迫下对光合碳同化的抑制(Zhao et al., 2015)。因此，植物细胞壁相关基因相对较高的表达可能有利于其应对低氮胁迫。

7 渗透调节

渗透调节是植物抵御逆境的一种适应性反应，低氮胁迫下，植物细胞可通过离子泵调控细胞内外离子浓度调节液泡渗透势，或累积可溶性有机溶质，如蔗糖、脯氨酸、甜菜碱、甘露醇、海藻糖和山梨醇等来维持一定的细胞膨压，同时对酶、蛋白质和生物膜起到保护作用。海藻糖既是渗透调节物质也是重要的信号分子。海藻糖-6-磷酸磷酸酶(TPP)参与海藻糖的生物合成，Quan等(2019)研究发现野生大麦 在低氮胁迫时，耐低氮品种中TPP表达上调，而低氮敏感型品种则无变化或下调，TPP的相对表达量越高，海藻糖的生物合成量也越高。因此，可以认为TPP和海藻糖生物合成的相对表达量较高即是植物保护自身不受低氮胁迫的机制。棉花的耐低氮品种的蔗糖代谢相关基因在低氮条件下表达量增加，说明低氮促进了蔗糖的积累(Iqbal et al., 2020)。大麦在低氮条件下的根中发现了11个与蔗糖和淀粉代谢有关的差异表达基因，其中4个编码糖转运蛋白的基因在耐低氮型品种中表达上调而在氮敏感型品种中表达下调，且前者在根部积累的蔗糖量高于后者(Quan et al., 2019) ；大麦耐低氮型品种根中蔗糖转化酶在低氮条件下表达也增强，可能刺激了蔗糖的循环和碳的分配，亦有利于蔗糖的积累(Quan et al., 2016)。

脯氨酸是植物体内适应逆境胁迫重要的渗透调节物质。低氮条件下，马铃薯脯氨酸代谢强烈响应氮胁迫，脯氨酸转运蛋白在匍匐茎中上调表达(Tiwari et al., 2020)。在低氮条件中，玉米中与脯氨酸分解代谢过程相关的基因上调表达，与脯氨酸生物合成的基因下调表达(Pan et al., 2015)。脯氨酸的生物合成受到氮含量的调节，并通过控制二氢吡咯-5-羧酸合成酶(P5CS)的水平在渗透调节和其他应激反应中发挥作用(Szekely et al., 2008)。脯氨酸的分解代谢上调和脯氨酸的生物合成的下调能够表明玉米内部氮的状态，玉米在吐丝期加速氨基酸代谢和内部氮交换能够缓解植株氮缺乏。

此外，植物除了通过增加以上各种有机溶质和次级代谢产物浓度来维持细胞膨压外，还能通过调节各种转运蛋白和离子通道来调节不平衡的渗透压，这些蛋白在低氮胁迫时维持细胞内离子浓度的稳态以及稳定植物的生理平衡方面发挥着重要作用。

8 转录因子

转录因子(Transcription factors, TFs)是参与植物非生物胁迫调控的重要因子，能直接或间接的与真核生物基因启动子中的顺式作用元件特异结合，从而控制靶基因的转录表达，是多种下游功能基因表达的上游调控因子，在营养胁迫下的信号转导和转录调控中起着关键作用，已鉴定出与氮胁迫相关的转录因子有MYB、WRKY、乙烯反应元件结合蛋白(AP2-EREBP)、NAC、F-box、碱性螺旋-环-螺旋(bHLH)、bZIP和C2H2等(Singh et al., 2002)。

MYB是调控植物的发育、代谢、分化以及对生物和非生物胁迫反应的关键因子，它广泛分布于植物中，直接参与调控生物过程，并与其他TFs相互作用(Ambawat et al., 2013)。多项研究表明，在低氮胁迫下，小麦、玉米、甘蔗的根中的MYB基因表达上调(Curci et al., 2017; Yang et al., 2019; Ma et al., 2020)。Imamura等(2009)发现红藻在低氮胁迫下MYB能增强NRT、NAR、NIR和GS等的表达。Yang等(2015)研究发现水稻在缺氮条件下WRKY基因表达上调，Qu等(2015)发现小麦在低氮条件下与氮吸收和产量相关的NF-Y表达上调。Zhang等(2012)报道了小麦在氮胁迫下MYB与细胞发育和细胞周期相关，在低氮胁迫下根中有17个WRKY家族基因表达上调，叶片和根中检测到40个MYB家族基因，它们在叶片中表达下调，在根中表达上调。WRKY是水稻中对缺氮反应最大的TF家族之一，在水稻的叶鞘中诱导了12个WRKY家族成员，而在根中则没有(Yang et al., 2015)。在小麦中，大部分对低氮胁迫有响应的WRKY则在根中表达(Cucri et al., 2017)。这两种禾本科植物WRKY表达谱的差异可能是由于WRKY转录因子数量多，在复杂的环境刺激下其作用未知且多样，以及两种植物所处的植物发育阶段和环境条件不同造成的。马铃薯在受到低氮胁迫时WRKY在幼芽中下调表达(Tiwari et al., 2020)。由于WRKY在植物胁迫反应中起着重要的调控作用，WRKY有助于建立复杂的信号网，是传递氮胁迫耐受的关键因子。

AP2-EREBP对干旱、盐碱、低温等非生物胁迫以及昆虫或病原体侵袭表现出明显的响应(Kizis et al., 2001)。AP2-EREBP家族蛋白是植物特有的，共有60~70个氨基酸的高度保守区域。AP2-EREBP家族在植物发芽期、开花期、类胡萝卜素形成期的转录调控中也发挥重要的作用。NAC是一种植物特异性转录因子，在植物生长发育和对非生物胁迫的耐受性中起重要作用(Kizis et al., 2001)。NAC结构域蛋白在N端包含高度保守的DNA结合结构域，在C端包含多种转录激活或抑制结构域。在低氮或缺氮胁迫下，拟南芥、玉米、水稻和甘蔗转录组中AP2-EREBP和NAC基因显著富集(Peng et al., 2007; Chen et al., 2015; Yang et al., 2015; Yang et al., 2019)。

bHLH家族能调节植物细胞和组织发育、花青素产生、光信号和毛状体发育等生物过程。Heim等(2003)在拟南芥中鉴定出133个bHLH。Nawaz等(2018)发现西瓜叶片和根中有82个bHLH TFs受到低氮胁迫的影响，植物通过上调bHLH TFs增加叶片中花青素的形成来减轻光氧化损伤。C2H2转录因子参与防御反应和许多其他生理功能。在番木瓜中发现了91个C2H2 TFs (Jiang et al., 2012)。转录因子作为基因表达的调控元件，对外界环境中氮浓度感知和氮信号转导及氮代谢途径的调控有重要作用。

9 蛋白激酶

蛋白激酶(Protein kinases, PK)通过转录因子的磷酸化来调节转录，对植物的发育和适应非生物胁迫很重要。Cucri等(2017)在小麦中发现了不同组的PK基因，其中许多基因受到缺氮的影响，差异表达的PK基因在根和叶/茎中较为丰富。Tiwari等(2020)发现马铃薯的PK基因在缺氮状态下也有不同程度的表达。TMK基因编码一种富含亮氨酸的类受体重复蛋白激酶，在细胞分裂和伸长集中的区域大量转录(Van der Knaap et al., 1999)；菊花中的TMK基因在受到低氮胁迫时表达上调(Wang et al., 2015)。在拟南芥中，凝集素受体激酶参与调节细胞膜-细胞壁粘附的蛋白与蛋白间相互作用(Bonaventure, 2011)。

许多蛋白激酶,包括细胞周期蛋白依赖性蛋白激酶、LIM结构域激酶、含AARF结构域蛋白激酶、CBL相互作用蛋白激酶(CIPK)等都属于RLK/Pelle家族，在植物中参与非生物环境刺激的信号调控(Sivaguru et al., 2003)。CIPK23是一种硝酸盐诱导的与CBL相互作用的蛋白激酶，是高亲和力硝酸盐转运应答的负调控因子。在氮饥饿条件下，与CIPK23相关的激酶基因在拟南芥和小麦中均被下调(Krapp et al., 2014; Cucri et al., 2017)。因此，蛋白激酶是植物应对氮缺乏的重要调控因子。

10 展望

植物响应低氮胁迫是一个极其复杂的生理生化过程，低氮条件下植物体内的代谢网络不仅错综复杂，而且不同植物间、同一植物不同生长时期甚至不同品种间都有显著的差异。转录组连接了基因组与蛋白质组，能够快速预测植物响应低氮胁迫的相关因子，揭示植物能量代谢、信号转导与防御反应之间的关系，通过转录组测序研究植物中不同代谢途径基因的mRNA在应答低氮胁迫的变化情况，可以使我们更全面了解植物在不同氮水平下的调控机制，这将为我们深入分析植物氮高效利用机制、挖掘氮高效利用关键基因，提高植物氮高效利用效率提供新的思路和有利的研究手段。因此，转录组学也是后基因组时代研究植物抗逆性最活跃的学科之一。目前，通过转录组学发现植物在响应低氮胁迫时有大量基因的mRNA表达水平发生了变化，但是这些基因的表达产物之间存在何种关系还有待进一步的研究。

基因是细胞内遗传信息的物质载体，蛋白质则是基因功能的主要体现者。但是植物在受到逆境胁迫时基因的表达量与蛋白质的含量却不尽一致，这说明转录组信息并不能完全说明植物抗逆的分子机制。尽管有不少与植物低氮胁迫的基因已经被克隆，关于植物氮代谢相关生理生化机制及耐低氮遗传基础的研究取得了一定的进展，但整体来看我们对植物耐低氮的了解仍然有限。因此，未来将转录组学与基因组学、蛋白质组学、代谢组学、遗传学等学科结合起来是研究植物响应低氮等逆境胁迫的关键手段，这样才能多层次、多角度、多技术方案共同运用，系统地研究植物响应逆境胁迫后各种指标的变化，从而全面了解植物响应低氮等逆境胁迫的分子机理。

作者贡献

吴自林是论文的主要撰写人，完成文献查找和初稿编写；张南南、高小宁、冯晓敏和黄咏虹参与论文的部分修改；齐永文是论文的构思者及负责人，指导论文写作与修改。全体作者都阅读并同意最终的文本。

致谢

本研究由国家糖料产业技术体系(CARS201707)、广东省重点领域研发计划(2019B020238001)、广东省农业厅甘蔗良种重大科研联合攻关(粤财农[2019]73号)、广东省科学院建设国内一流研究机构行动专项资金项目(2019GDASYL-0103030)和广东省甘蔗剑麻产业技术体系创新团队(2019KJ104-05)共同资助。

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